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0 引 言
植物在不同生长阶段及环境胁迫条件下，其体内代谢与应激响应动态均会发生显著变化。伤流液作为木质部运输体系的直接产物，富含矿质元素、代谢中间产物及信号分子［1］，能够真实地反映植物体内的生理动态变化［2］。其中葡萄糖（Glucose， Glu）含量与植物逆境响应、碳代谢及病害状态密切相关。传统Glu检测方法，例如高效液相色谱法（High Performance Liquid Chromatography，HPLC）、液相色谱-质谱联用技术（Liquid Chromatography-Mass Spectrometry，LC-MS）等方法虽精度高但存在样品前处理复杂、仪器昂贵、依赖专业操作等问题，难以满足现场快速检测需求。
数字微流控（Digital Microfluidics，DMF）是一种基于电润湿原理对离散液滴进行按需操控的微流控技术。通过对阵列电极施加可编程电信号，DMF芯片可实现液滴的驱动、分裂、合并与混合等操作［3］。该技术具有试剂消耗少、集成度高和自动化潜力强等特点，在生物检测、化学分析和便携式微流控系统等领域具有广阔的应用前景［4-6］；除了提供微液滴的驱动、分裂、基本操作外，DMF还具有可编程、可重构以及易于与检测模块集成的优势，因此被认为是构建小型化、自动化生化分析系统的重要技术路线［7］。例如，HONG［8］等基于数字微流控平台与3D打印微流控吸光检测模块，实现了土壤硝态氮的多样本自动化顺序检测，该系统可在200 s内完成3个样本检测，单样本试剂消耗量为40 μL，检出限达到95 μg/L，证明了数字微流控技术在土壤养分快速检测和施肥管理中的应用潜力。KONG［9］等基于便携式数字微流控系统，实现了土壤微生物数量的现场定量分析，证明了数字微流控平台可用于土壤微生物活性和土壤健康相关指标的快速检测，为农业现场土壤质量评价提供了新的技术思路。SAMLALI［10］等基于液滴数字微流控系统，实现了丝状真菌细胞壁降解酶活性的高通量筛选，证明了数字化液滴操控能够用于农业有益微生物及生防真菌相关功能酶的快速筛选，为植物病害生物防治资源开发提供了微型化实验平台。
DMF与比色分析技术的结合，为解决上述问题提供了新的实现思路。比色分析法因其操作简便、结果可视化的特点，在便携式检测领域备受关注，但其传统形式多依赖手工操作，试剂消耗大，且多指标并行分析时易引入操作误差［18， 19］。但与DMF结合后，一方面，DMF平台能够通过程序化方式精准完成液滴的移动、分裂、融合和定点反应，从而将加样检测这一流程压缩到同一芯片平台内完成；另一方面，智能手机图像采集、颜色空间转换与数据处理能力的快速发展，使得比色信号的数字化提取与模型构建更加便捷，显著提升了便携式比色检测的可实施性［20］。近年来，智能手机与微流控、可穿戴色谱/比色贴片和图像分析算法的结合，已在农业、环境和生物样本快速检测中表现出明显潜力。
尽管如此，现阶段多数DMF-比色分析研究仍集中于单一靶标体系，或主要依赖标准溶液验证，针对复杂生物样本、多显色体系兼容性，以及图像定量稳定性的系统研究仍相对不足。对于植物伤流液这类样本而言，若要实现更具应用价值的检测系统，不仅需要考虑DMF平台本身的液滴操控能力，也需要关注显色体系之间的交叉干扰、复杂基质对颜色响应的影响，以及检测平台与实际样本间的适配性。将DMF芯片、比色反应体系与智能手机图像分析相结合，构建面向植物伤流液的多指标检测平台具有重要意义。
因此，基于提升微量样本检测的便携性、集成度的研究目的，本研究设计了一种适用于现场便携式检测、小型化的具有可调驱动电压功能的单板DMF芯片系统。系统以ESP32-S3为控制核心，通过升压电路产生可调高压，并采用两片HV507高压串行驱动芯片实现128路电极输出；同时配套设计了8×16电极阵列板和对应印刷电路板（Printed Circuit Board，PCB），实现了控制板与芯片板的模块化连接。在此基础上，进一步将该平台应用于植物伤流液中Glu的显色检测：将Glu显色试剂与现场采集的伤流液液滴在芯片上混合并反应，使用智能手机采集显色图像，结合预先建立的线性模型实现Glu的现场定量检测。该研究为后续开展单板DMF芯片在农业现场快速检测中的应用奠定了基础。
1 材料与方法
1.1 试剂与仪器
辣根过氧化物酶（Horseradish Peroxidase， HRP， Activity ≥250 U/mg）、Glu、葡萄糖氧化酶（Glucose Oxidase， GOD， Activity ≥100 U/mg）购自上海麦克林生化科技股份有限公司（Shanghai Macklin Biochemical Co.，Ltd）；4-氨基安替比林（4-Aminoantipyrine， 4-AAP）、吐温-20（Polyoxyethylene （20） sorbitan monolaurate， Tween-20）购自西格玛奥德里奇（上海）贸易有限公司（Sigma-Aldrich（Shanghai）Trading Co.，Ltd）。实验用水为去离子水。实验所用工作溶液均于使用前采用pH= 7.4的磷酸盐缓冲溶液（Phosphate Buffered Saline， PBS）稀释至所需浓度。实验使用标准化LED摄影灯箱（深圳市速图影视器材有限公司，中国）作为恒定光源环境。图像采集设备为配备微距镜头（200万像素，思特威SC202PCS图像传感器）的智能手机（RedMi K70，中国成都）。
1.2 硬件电路设计
本系统总体上由控制板和电极阵列板两部分组成。
在控制板设计上，供电链路方面用通用串行总线（Universal Serial Bus，USB）TypeC口对控制板进行数据传输与充电，ME6217 5 V转3.3 V稳压模块对低压控制模块供电，并利用MAX1771高压升压模块提供高压（Vpp），为HV507提供工作电源；在数据传输上，使用CH340K完成USB转串口数据传输，使用ESP32-S3 CPU模块接收串口信号并提供相应的控制信号。为降低高压侧对低压控制侧的干扰，在CPU与HV507之间引入CA-IS3760LW数字隔离器。
在电极阵列板设计上，采用两片HV507作为高压驱动核心，将ESP32-S3输出的低压逻辑控制信号转换为可作用于阵列电极的多通道高压输出。CPU模块根据液滴控制程序生成串行数据输入/输出（Data Input/Output，DIO）、时钟（Clock，CLK）、锁存使能（Latch Enable，LE）、消隐（Blanking，BL）、极性控制（Polarity，POL）和方向控制（Direction，DIR）等时序信号，经CA-IS3760LW数字隔离后输入HV507，实现128路电极通道的串行写入、锁存更新和高压输出控制。系统总体架构如图1所示。
控制板拟定利用USB TypeC进行基础供电，并利用上位机进行数据交换和指令下达，因此设计了USB-TypeC供电、通信及保护电路。如图2所示，在通信电路中，正反面的D+、D-高速差分信号会被引入CH340串口的对应引脚进行数据解析；在供电电路中，本研究设计了SW1总开关作为控制板的电源总开关，并为初始通入的5 V电流添加了低频滤波和高频去耦的保护电路。
为满足本研究的基础控制要求，主控制器需要根据液滴当前位置和目标位置生成相应的电极开关状态，并通过DIO、CLK等控制信号驱动后级HV507高压驱动芯片。此外，主控制器也需要通过I2C接口接入有机发光二极管（Organic Light-Emitting Diode，OLED）模块，通过通用异步收发器（Universal Asynchronous Receiver/Transmitter，UART）接口与串口调试软件通信，接入板载按键以提供便捷的液滴操控方式。如图3所示，ESP32-S3-WROOM-1-N16不仅能够提供足够的控制接口，而且支持较成熟的开发环境，便于程序烧录、串口调试和后续功能扩展。综合考虑控制资源、开发便利性、成本和系统小型化需求，本研究选用ESP32-S3作为单板DMF样机的主控制器。为方便芯片程序的烧录，设计了自动下载模块，方便对应引脚直接输入对应电平，使芯片快速进入下载模式。
如图4所示，为提供稳定的低压逻辑电源供给DMF系统中的ESP32-S3主控、CH340K串口通信等模块，本研究选用ME6217C33M5G作为低压稳压芯片，将USB Type-C接口输入的5 V电压转换为3.3 V，为控制板低压逻辑部分提供工作电源。5 V输入端首先并联C19和C20作为输入滤波电容，后接入电源输入和使能引脚。其中CE引脚为高电平时，稳压模块正常工作。芯片的电源输出引脚输出3.3 V电压，并在输出端并联C21和C22，用于提高输出电压的负载瞬态响应能力并进一步滤除高频纹波。
为实现上位机与ESP32-S3主控模块之间的通信，另外设计了基于CH340K的USB转串口通信电路。CH340K的数据正信号（USB Data Positive，UD+）和数据负信号（USB Data Minus，UD-）引脚分别连接USB接口的对应差分信号线，用于接收上位机USB数据；其发送数据（Transmit Data，TXD）和接收数据（Receive Data，RXD）引脚分别与ESP32-S3的对应信号线交叉连接，实现USB数据与UART串口数据之间的转换。数据终端就绪信号（Data Terminal Ready，DTR）和发送请求信号（Require ToSend，RTS）作为串口控制信号引出，用于自动下载电路中的使能（Enable，EN）与引导（BOOT）信号控制，从而进行程序下载或复位控制。
液滴电润湿驱动通常需要较高的驱动电压，因此需要设计板载高压升压电路，将5 V输入转换为后级高压驱动芯片所需的高压（Vpp）电源。如图5所示，该部分电路以MAX1771ESA+T作为升压控制芯片。其中第一部分为100 μH储能电感L1、NCE65T900K功率场效应管（Metal-Oxide-Semiconductor Field-Effect Transistor，MOSFET）Q2、ES2JB整流二极管D2，以及高压输出滤波电容构成的升压变换电路。MAX1771通过外部信号（External，EXT）引脚控制MOSFET管周期性导通与关断，电感L1在导通阶段利用5 V电压储能，在关断阶段通过D2向输出端释放能量，从而在Vpp端形成高于输入电压的直流高压。第二部分为R90、R91、R2、R92、R89构成的分压监测电路。片选信号（Chip Select，CS）引脚用于检测电流，但Vpp端电压电流过高，直接接入CS引脚会导致芯片烧毁，因此Vpp输出端通过R90、R91、R92和可调电阻R2构成反馈分压网络，将高压输出按比例反馈至MAX1771的反馈（Feedback，FB）端。通过调节R2，可改变反馈分压比例，从而实现高压输出幅值的调节，为不同实验条件下寻找液滴响应阈值和稳定工作电压提供基础。
为降低高压侧开关噪声对ESP32-S3主控及串口通信的影响，在ESP32-S3与HV507之间设计了数字隔离与控制信号传输电路。如图5所示，该部分电路选用CA-IS3760LW作为数字隔离芯片，左侧模拟电源输入接3.3 V，作为主控侧供电；右侧模拟电源输入接5 V，作为HV507控制侧供电。C28和C29分别为两侧供电端的100 nF去耦电容，用于抑制高频噪声并提高信号传输稳定性。
前级MAX1771升压模块能够为系统提供电润湿驱动所需的Vpp高压，但该模块仅用于产生高压电源，不能实现对阵列电极的独立寻址。为将Vpp高压按照液滴控制需求分配至指定电极，采用两片HV507PG-G高压串行驱动芯片构成多通道高压输出模块。如图6所示，每片HV507可提供64路高压输出通道，两片芯片级联后共形成128路高压输出，与8×16电极阵列中的128个电极单元相对应。
表1总计了本研究所涉及的相关材料型号与所承担的作用。
表1 单板DMF系统的关键器件与材料选型总结Table 1 Summary of signal-board DMF system key component and material selection |
| 模块 | 材料型号或方案 | 主要作用 | 选型依据 |
|---|---|---|---|
| 主控模块 | ESP32-S3-WROOM-1-N16 | 产生控制时序并承担系统控制核心 | GPIO资源丰富，便于后续路径规划与功能扩展 |
| 高压驱动 | HV507PG-G（2片） | 实现128路高压输出 | 适合高通道密度阵列控制，便于板级集成 |
| 升压控制 | MAX1771ESA+T | 将5 V输入升压至高压侧 | 外围电路成熟，可满足后续调压需求 |
| 数字隔离 | CA-IS3760LW | 隔离低压控制与高压驱动侧信号 | 提升高低压侧信号传输稳定性与安全性 |
| 稳压模块 | ME6217C33M5G | 输出3.3 V逻辑电源 | 封装紧凑，适合控制板低压供电 |
| 电极基底 | PCB | 形成阵列电极与通道映射基础 | 加工成熟、成本较低、适合样机原型［14］［17］ |
| 介电层 | 透明胶带 | 实现表面绝缘隔离 | 材料易得，便于快速构建实验平台［12］ |
| 表面介质 | 5 cSt二甲基硅油 | 改善界面润湿与减小黏附阻力 | 适合单板系统基础驱动验证 |
1.3 芯片材料配置与样机装配
基于前述设计方案，完成了控制板与电极阵列板的模块设计。之后根据原理图进行PCB绘制、整机焊接和装配，最终完成单板DMF芯片实验平台的搭建。
1.4 DMF芯片运行测试及性能验证方法
实验前将装置水平放置，在电极面板表面滴加适量5 cSt二甲基硅油并均匀涂覆，以形成连续界面层；随后在目标区域加载测试液滴，液滴尺寸略大于单个电极单元，以便观察其在受激励电极作用下的形变与迁移行为。系统通过Type-C接口与计算机连接，上电后，主控程序自动完成初始化并进入待命状态，之后可以进行电极激活等操作。在液滴驱动实验过程中，电极激活方式主要采用两种模式。其一为板载按键控制模式，即通过控制板上的五向按键对目标液滴进行方向移动，从而实现相邻电极的依次激活。该方式操作直观，便于在样机独立运行条件下快速开展基础驱动测试与现场观察。其二为串口指令控制模式，即通过上位机串口调试工具向主控系统发送控制命令，对液滴位置或指定电极进行精确寻址与激活。实验中可根据验证目标选择相应操控方式。
本研究以英雄牌红墨水作为模型液滴，用于单板DMF芯片液滴驱动过程的可视化表征。红墨水颜色对比度较高，便于在实验过程中观察液滴在电极阵列上的形变、迁移及停留状态。考察不同液滴体积条件下的液滴响应规律，并记录液滴形变、迁移行为、移动时间及失败模式等指标。为保证实验结果具有可比性，液滴响应过程均采用固定机位拍照或视频记录方式保存。
1.5 基于单板DMF芯片的植物伤流液葡萄糖显色检测方法
1.5.1 显色体系与线性模型建立
Glu显色反应采用葡萄糖氧化酶-过氧化物酶（GOD-HRP）偶联体系，显色底物为4-氨基安替比林（4-AAP）。在GOD催化下，Glu氧化生成H₂O₂；在HRP催化下，H₂O₂与4-AAP反应生成红色醌亚胺染料，其显色效果与Glu浓度呈正比。预先在微孔板中建立线性模型：配制梯度浓度Glu标准溶液，与显色剂（含50 mM 4-AAP、10 mg/mL GOD、0.1 mg/mL HRP）混合后反应。所有显色结果的图像采集均在具有恒定光源的灯箱内完成，以确保光照条件的一致性和可重复性。智能手机固定于灯箱顶部，摄像头与显色区域保持恒定距离并尽量垂直。
为减少自动曝光与自动白平衡引入的误差，拍摄参数采用手动固定模式：快门速度1/320 s，感光度ISO 160，白平衡4600 K，对焦模式AF，焦距2.6×。对每一个独立数据点，显色反应重复制备3次并进行平行实验，并对每个样本进行3次独立图像采集。为排除微液滴曲面造成的光学反光边缘干扰，在Adobe Photoshop中提取每个液滴中心固定大小（像素为90 ×90）的感兴趣区域（Region of Interest，ROI）。进行三次随机选取与色值读取，取三次读取的平均值作为该次实验的色值。为全面评估颜色变化，本研究提取LAB，即色彩空间的明度（Lightness，L），绿-红轴（Green–red Axis，A），蓝-黄轴（Blue–yellow Axis，B）3个通道参数作为评判标准。统计分析中，各数据点以均值±标准差（n=3）表示。标准曲线的线性拟合采用最小二乘法。检测限（Limit of Detection， LOD）依据公式（1） 计算。
LOD=（3σ）/k
式中 ：σ 为空白样本（n=3）信号响应的标准差；k 为拟合标准曲线的斜率。
1.5.2 植物伤流液采集与预处理
植物伤流液采自处于营养生长旺盛期的芦荟，采样时间统一为上午8：00–10：00，以降低昼夜节律影响。在植株茎基部距地面约5 cm处斜切，弃去初始流出液后收集后续伤流液于无菌离心管中。样品采集后立即置于冰浴，并在2 h内完成预处理。如不立即使用，保存于-20 ℃。样品以PBS（pH=7.4）进行适当倍数稀释，用于后续检测。为测定加标回收率，向预处理的2份伤流液中分别加入不同浓度的Glu标准溶液，设置低/高两个水平（1 000、5 000 μM），每个水平平行测定3次。
1.5.3 DMF芯片上的显色检测流程
将所设计的单板DMF芯片水平放置，表面涂覆5 cSt二甲基硅油。通过上位机串口指令，分别加载伤流液液滴和显色试剂液滴（体积皆为8–10 μL）至指定电极位置。控制电极依次激活，使两液滴在指定电极区域合并，并交替激活合并后液滴所在电极及相邻电极，促进混合反应。反应在室温下进行，持续15 min。反应结束后，将智能手机置于芯片正上方固定高度，拍摄显色液滴图像。使用ImageJ软件提取液滴区域的LAB均值作为响应值，代入预先建立的线性模型计算Glu浓度。每个样本重复3次。对于Glu显色体系来说，Trinder反应生成红色醌类化合物，体系由淡黄色向红色转变。LAB空间的b通道（B_LAB）能灵敏捕捉这一过程中的黄色分量减少，在不同葡萄糖浓度下具有更稳定的响应趋势和更优的线性相关性，因此色值提取时优先选择B_LAB通道进行线性模型建立。最后，利用智能手机在固定光照条件下采集芯片检测区域图像，并通过图像颜色信息提取与标准曲线分析，实现芦荟伤流液中 GLU 含量的定量检测。芦荟伤流液内Glu检测的整体流程图如图3。
2 结果分析与讨论
2.1 DMF芯片系统的整机装配与调试
控制板焊接遵循“先低压、后高压”的原则，优先完成Type-C供电、稳压、ESP32-S3主控、USB转串口及自动下载电路等低压模块的组装与功能验证；在确认程序下载、串口通信及3.3 V供电正常后，再进一步焊接升压模块、数字隔离器及HV507高压驱动器件，以降低高压部分对前期调试的干扰。阵列电极板依据预设的8×16规则矩阵结构进行PCB加工。加工完成后，对阵列板进行外观检查与导通测试，并完成板对板连接器焊接，确保各输出通道能够与控制板实现一一映射连接。随后对阵列板表面进行清洁处理，在电极区域上方平整铺设透明胶带作为介电隔离层。透明胶带在保证成本的同时在阵列板表面形成稳定的连续绝缘层，降低液滴与铜电极直接接触导致的漏电和电解风险。疏水层选用的5 cSt二甲基硅油（低黏度）对于单板开敞式系统而言，可在一定程度上减小液滴与表面的黏附阻力，改善液滴铺展和回缩行为，并有助于提升跨电极迁移的连续性。相较于直接构建固定疏水涂层，硅油方案操作简单、便于重复调整，也更适合当前以基础驱动验证为主的研究阶段。图5为DMF系统搭建完成后的实物图和各个功能区域指示图。
经过前述电路设计、阵列板制作、表面功能层和上机界面构建，完成了单板DMF芯片系统的整体搭建。所构建系统由控制板与8×16阵列电极板两部分组成，能够实现低压控制、高压输出及128路电极的独立寻址；芯片表面则形成了由PCB电极基底、透明胶带绝缘层和5 cSt二甲基硅油界面层构成的三层工作结构，通过前期基础调试，证实了其具备开展基础液滴驱动实验的硬件条件。
2.2 功能运行和性能测试结果与分析
结合自主单板DMF芯片当前的设计定位和实际功能状态，开展DMF芯片的性能测试。如图5d所示，将DMF芯片通过Type-C数据线连接至笔记本电脑，以方便使用电脑进行串口控制。本次性能分析内容重点主要包括四个方面：一是液滴在驱动电压下能否完成基础形变，二是液滴在相邻电极切换条件下能否实现定向偏移或跨电极迁移，三是液滴移动是否具有基本可重复性，四是确认液滴体积对液滴移动效果的影响。基于上述目标，主要采用液滴形变响应、液滴迁移是否成功、连续路径传输是否完成，所用时间，以及重复测试成功率等指标对芯片性能进行评价。
液滴在外加电场作用下是否出现明显形变，是评价电润湿驱动是否有效的最基本依据之一。为验证自主单板DMF芯片的基础响应能力，本节首先考察单一电极激活条件下液滴形态的变化情况。实验中，将红色墨水液滴加载于阵列板表面，使其位于目标电极附近或部分覆盖于目标电极上方；在保持液滴体积、表面绝缘层状态、硅油覆盖情况及拍摄角度尽量一致的条件下，逐步调节驱动电压，并对单个目标电极进行激活，连续观察液滴在受激励电极一侧的形态变化过程。如图6所示，在未施加驱动电压时，液滴保持较为饱满的球冠形态，表观接触角记为 ；施加电压后，液滴在电场作用下明显向基底表面铺展，液滴高度降低、底部接触宽度增大，表观接触角减小为 ，且 < 。这表明外加电场改变了液滴与芯片表面的界面润湿状态，使液滴润湿性增强，表现出典型的电润湿响应特征。液滴在施压前后能够产生清晰可辨的接触角变化，说明所设计的DMF芯片能够对外加电压产生有效响应，具备实现液滴驱动的基本条件。
在确认液滴对单电极激活具有基本响应后，进一步通过相邻电极切换测试评价液滴是否具备定向迁移能力。实验中，通过使用板载按键，按照预设轨迹依次激活相邻电极，使液滴在电极间形成连续的界面张力梯度，观察其是否能够由初始电极区域向目标电极方向发生偏移并最终完成跨电极迁移，到达指定最终位置。首先根据电极阵列排布，设计了液滴在芯片表面的预期运动路径。如图7a所示，液滴需沿设定轨迹依次完成多个方向的转折与位移，以验证系统对液滴路径的连续控制能力。从液滴沿该路径运动过程的实拍记录图中可以看到，液滴能够在外加电压作用下按照预定方向逐步迁移，并在转角位置保持较好的运动连续性，整体运动轨迹与预设路径基本一致，未出现明显失控或滞留现象。该结果表明，所设计的DMF芯片不仅能够对液滴产生有效驱动，还能够实现对液滴运动方向和路径的稳定控制，说明芯片系统运行正常，可以正常开展基础液滴操控的相关实验。
在验证液滴具备基础定向迁移能力后，进一步考察该迁移过程在相同实验条件下是否具有基本可重复性。实验中，将液滴加载于相同初始位置，在保证驱动电压，液滴体积，电极初始激活位置不变的前提下，按照预设的电极激活顺序，间隔2 s更换激活电极使液滴按照预设轨迹移动。重复执行液滴移动操作5次并对液滴移动的全过程计时，通过比较用时评价液滴运动的重复性效果。如图7b所示；在给定轨迹下连续进行多次测试，并统计液滴完成该路径所需时间，结果见图7c。可以看出，第1次测试所需时间较长，随后液滴运动用时明显下降，并在第3至第5次测试中趋于稳定的22 s，这可能是因为第一次使用时液滴运动滞涩，导致用时大幅度提高。该结果说明，随着芯片表面状态逐渐稳定，液滴在相同路径下能够实现较为一致的运动响应，表明所设计DMF芯片具有较好的液滴操控重复性和运行稳定性。
除驱动电压外，液滴体积也是影响单板DMF芯片驱动效果的重要因素。不同体积液滴在受电场作用时，其覆盖电极面积、界面曲率、黏附阻力，以及惯性响应均存在差异，因此有必要考察液滴体积变化对移动效果的影响。实验中设置体积分别为5、7.5、10、12.5、15 L的测试液滴，分别加载于相同初始电极区域，按照间隔2 s更换激活电极的统一顺序实施液滴移动操作，观察不同体积液滴在相同驱动条件下初次按照预定轨迹移动的所需时间。如图7d所示，液滴体积对运动响应具有显著影响：当液滴体积为5 L时，其初次移动所需时间趋近无穷大，这是由于液滴体积和其覆盖面过小，无法响应电极并跟随移动；随着液滴体积增大至7.5~10.0 L范围内，液滴响应较快，表现出较好的驱动效果；而当液滴体积进一步增大至15 L时，液滴初次移动时间再次趋于无穷大，这是由于液滴已难以在当前驱动条件下完成有效移动。该结果表明，所设计DMF芯片对液滴体积变化具有明确响应规律，存在较合适的工作体积区间。只有当液滴体积与电极尺寸及驱动条件相匹配时，才能获得较好的电润湿驱动效果。
2.3 基于DMF平台的伤流液葡萄糖显色检测性能
在完成基础液滴驱动验证后，进一步评估所搭建的单板DMF芯片在实际生化检测应用中的可行性。
y=50.964-0.001 79x
式中：y为B_LAB通道的色值；x为Glu浓度。
决定系数R 2为0.996，检测限为38.55 μM。结果表明在微流体状态下，Glu在不同浓度范围下，与显色剂能呈现良好的显色响应，可为后续复杂生物样本的分析提供实验基础与技术支撑。以芦荟植物伤流液为实际样本，按照2.4节所述流程，在芯片上完成显色剂与伤流液液滴的合并、混合及反应。图8c展示了在DMF芯片上合并前后液滴的颜色变化：显色剂液滴为黄色，伤流液液滴初始呈淡黄绿色；合并并反应后，液滴颜色明显加深至暗黄色，表明伤流液中的Glu成分与显色剂发生了特异性反应。对比实验显示，不含Glu的对照样本（去离子水），在相同条件下显色剂无明显颜色变化。
将反应后的显色液滴通过智能手机采集图像进行颜色提取B_LAB值。代入标准曲线后，测得三个平行伤流液样本中Glu浓度分别为0.26±0.05 mM、0.25±0.04 mM和0.26±0.05 mM。采用标准加入法对方法准确性进行评价。如表2所示，分别进行不同浓度水平加标后，其回收率为97.15%~105.28%，均处于较为合理的范围内，表明该方法在植物伤流液基质中具有较好的检测准确性。
表2 芦荟伤流液样本中的葡萄糖回收检测Table 2 Recovery test of Glu in aloe bleeding sap samples |
| 检测对象 | 初始测量浓度（ M） | 理论加标浓度（ M） | 加标后总浓度（ M） | 加标回收率（%） |
|---|---|---|---|---|
| Glu | 262.10±4.93 | 1 000 | 1 233.60±47.13 | 97.15 |
| 5000 | 5 526.12±73.15 | 105.28 |
综上所述，本系统在实际伤流液样本中仍可区分低浓度样本，且单次检测试剂消耗量仅为7.5~10 μL。上述结果表明，所设计的单板DMF芯片不仅能够实现基础液滴驱动，还可与显色检测及智能手机成像定量分析集成，具备在农业现场开展植物伤流液Glu快速检测的潜力。
3 结 论
本研究设计并实现了一种面向基础液滴驱动与低成本原型验证的单板DMF芯片系统。研究表明，该系统可以实现稳定的128高压通道输出，并可以成功实现液滴的基础形变、定向迁移及连续路径运动，并表现出良好的运行重复性，所构建的单板DMF平台可以满足基本的微液滴操控需求。
进一步地，本文首次将所研制的单板DMF平台应用于植物伤流液中Glu的显色检测。结果表明，在0~20 mM范围内，B_LAB通道与Glu浓度呈良好线性关系，决定系数R 2=0.996，检测限为μM。该结果说明，所构建平台能够在微升级液滴条件下获得稳定的颜色响应，为复杂生物样38.55本中Glu的定量分析提供了基础。
进一步以芦荟伤流液为实际样本进行验证。实际样本检测结果显示，三个平行伤流液样本中Glu浓度分别为0.26±0.05 mM、0.25±0.04 mM和0.26±0.05 mM，结果一致性较好。加标回收实验结果显示，在1 000 μM和5 000 μM两个加标水平下，加标回收率分别为97.15%和105.28%，表明该方法在植物伤流液基质中具有较好的检测准确性。
综上，本文构建的单板DMF芯片系统不仅能够完成基础液滴操控，还可与显色分析方法结合实现植物伤流液中Glu的定量检测。本文完成的硬件框架与显色检测应用验证，为单板DMF平台向低成本、便携化和模块化方向发展提供了参考，也为农业现场植物生理状态快速检测提供了新的技术路径。
